SciELO - Scientific Electronic Library Online

 
vol.8 número1Capacidad biocontroladora de Beauveria brongniartii (Sacc.) y Metarhizium anisopliae (Metsch.,) en el control de pulgones Macrosiphum euphorbiae (Hemiptera: Aphididae)Huellas digitales de cepas de Acinetobacter baumannii procedentes de pacientes hospitalizados en la Caja Petrolera de Salud de Obrajes, mediante el método de Pulsed Field Gel Electrophoresis (PFGE), La Paz, Bolivia. Marzo 2015 índice de autoresíndice de materiabúsqueda de artículos
Home Pagelista alfabética de revistas  

Servicios Personalizados

Revista

Articulo

Indicadores

Links relacionados

Compartir


Journal of the Selva Andina Research Society

versión On-line ISSN 2072-9294

J. Selva Andina Res. Soc. vol.8 no.1 La Paz  2017

 

Artículo Original

 

Efecto del tidiazuron y ácido indolbutiríco en la propagación in vitro de dos variedades de frutilla (Oso Grande y Sweet Charlie) a partir de secciones foliares

 

Effect of thidiazuron and indole-butyric acid in the in vitro propagation of two varieties of strawberry (Oso Grande and Sweet Charlie) from foliar sections

 

 

Pillco-Tancara Hilda Corina*, Quezada-Portugal Jorge Ángel Nicolás

Instituto de Biología Molecular y Biotecnología, Facultad de Ciencias Puras y Naturales. Universidad Mayor de San Andrés. La Paz. Estado Plurinacional de Bolivia.

*Dirección de contacto: Instituto Biología Molecular y Biotecnología, Facultad de Ciencias Puras y Naturales, Universidad Mayor de San Andrés. Cota Cota. Calle 27. La Paz-Estado Plurinacional de Bolivia. Tel +591-67345121. La Paz. Estado Plurinacional de Bolivia

Hilda Corina Pillco-Tancara.
E-mail address: hildacorey@gmail.com

Historial del artículo. 

Recibido febrero, 2016.
Devuelto noviembre 2016.
Aceptado noviembre, 2016.
Disponible en línea, febrero, 2017.

 

 


Resumen

Los agricultores dedicados al cultivo de frutilla indican que los rendimientos son bajos en comparación con otros países, este efecto es consecuencia de que siembran plantines que proceden de estolones ya que las frutillas se propagan vía asexual. Esta forma de reproducción convencional presenta desventajas como: la disminución del rendimiento, la pérdida de la calidad del fruto. Una alternativa para solucionar este problema es la micropropagación.

La presente investigación evaluó el comportamiento in vitro de dos variedades de frutilla (Oso Grande y Sweet Charlie) a partir de segmentos foliares con diferentes grados de maduración (juvenil y adulto) en dos épocas de introducción. Para inducir a la propagación in vitro, los medios de cultivo fueron suplementados con reguladores de crecimiento, utilizando dos concentraciones 4.54 y 9.08 µM de tidiazuron con la combinación de tres concentraciones 0, 0.98 y 2.5 µM de ácido indolbutírico.

Los explantes de segmentos de hojas que presentaban tejidos juveniles (mayo) llegaron a formar brotes. No ocurrió lo mismo con aquellas que procedían de tejido adulto (junio), por lo que se puede señalar que las que provinieron de tejido juvenil presentaron una mejor respuesta in vitro.

Se determinó que la combinación de 9.08 µM de tidiazuron con 0.98 µM de ácido indolbutírico, fue la más adecuada para la propagación in vitro de secciones foliares de hojas de frutilla en ambas variedades, ya que en este medio se obtuvo mayor formación de agregados celulares, para la formación de brotes en comparación con los demás tratamientos.

Palabras clave: Tidiazuron, agregados celulares, callogenesis, explantes.


Abstract

Strawberry farmers indicate that yields are low compared to other countries. This effect is due to the fact that they plant seedlings that come from stolons since the strawberries are propagated asexual. This conventional form of reproduction has disadvantages such as: decreased yield, loss of fruit quality. An alternative to solve this problem is micropropagation.

The present research evaluated the in vitro behavior of two varieties of strawberry (Oso Grande and Sweet Charlie) from leaf segments with different degrees of maturation (juvenile and adult) in two periods of introduction. To induce in vitro propagation, the culture media were supplemented with growth regulators, using two concentrations 4.54 and 9.08 μM of thidiazuron with the combination of three concentrations of 0, 0.98 and 2.5 μM of acid Indolebutyric acid.

Explants of leaf segments showing juvenile tissues (May) came to form buds. The same did not occur with those that came from adult tissue (June), so it can be noted that those that came from juvenile tissue had a better response in vitro.

It was determined that the combination of 9.08 μM thidiazuron and 0.98 μM indolbutyric acid was the most suitable for the in vitro propagation of leaf sections of strawberry leaves in both varieties, since in this medium more formation was obtained Of cell aggregates, for the formation of outbreaks compared to the other treatments.

Key words: Tidiazuron, cell aggregates, callogenesis, explants.


 

 

Introducción

La reproducción vegetativa, mediante los métodos tradicionales es escasa para las necesidades actuales, a razón de que estos pueden persistir mayor tiempo y son difíciles en algunos casos, o a veces inviables. Debido a estas limitaciones se descubrió que las plantas pueden ser clonadas más rápidamente in vitro por métodos de micropropagación (Pierik 1990). La micropropagación es una rama de la biotecnología que brinda considerables posibilidades, la más relevante es acelerar la multiplicación vegetal de manera masiva en un espacio reducido con costos relativamente bajos, para satisfacer la demanda de material vegetal (Mronginski & Roca 1991).

Las plantas de frutilla provenientes de cultivo de tejidos producen mayor número de estolones que las plantas propagadas por métodos tradicionales, siendo uniformes, sobreviven mejor en el campo (Boxus et al. 1984). Los explantes para el cultivo de tejidos de frutilla pueden provenir de corona o estolones, aunque es más fácil la extracción, desinfección de explantes de estolones (Villegas 1990).

En un estudio realizado por Mamani-Sánchez (2005) en micropropagación en frutilla (Fragaria ananassa Duch.,) en variedades (Oso Grande y Sweet Charlie) determinó, explantes de estolones se regeneraron en menor tiempo, en comparación a los de coronas, además determinó, medios apropiados para la fase de multiplicación, Medio basal de Murashige & Skoog (M.S.) suplementando ácido indolbutírico (AIB) y bencil amino purina (BAP) para ambas variedades También determinó que para la fase de enraizamiento los medios M.S., diluidos al 50% y 75% promovieron crecimiento, desarrollo en las raíces y follaje.

A nivel internacional se han realizado investigaciones sobre el potencial de regeneración de discos de hoja de frutilla (Fragaria ananassa Duch.) a través de embriogénesis directa, determinándose resultados positivos con explantes de discos de hoja que se cultivaron en M.S., como tratamiento refrigeración y oscuridad (Landi & Mezzetti 2005). Por otro lado en diferentes variedades se lograron resultados incorporando al medio de cultivo un regulador de crecimiento (RRCC), una citocinina para la regeneración, tidiazuron (TDZ) para la brotación de discos de hojas de frutilla  (Husaini & Abdin 2007).

El objetivo del presente trabajo de investigación fue evaluar el efecto de dos niveles de tidiazuron con y sin el ácido indolbutírico, en la propagación in vitro de dos variedades de frutilla (Fragaria ananassa Duch.,) a partir de secciones foliares. Además: i) comprobar la respuesta a la introducción in vitro de secciones foliares provenientes de tejidos con diferentes grados de maduración (juvenil y maduro), en dos variedades de frutilla: Oso Grande y Sweet Charlie, ii) determinar el efecto de diferentes concentraciones de tidiazuron sobre la propagación in vitro de secciones foliares de dos variedades de frutilla, iii) determinar el efecto de diferentes concentraciones de ácido indolbutírico sobre la propagación in vitro de secciones foliares de dos variedades de frutilla.

 

Materiales y métodos

Material vegetal. Se utilizaron dos variedades de frutilla: Oso Grande y Sweet Charlie, las que fueron colectadas de la carpa solar de la Facultad de Agronomía de la UMSA en el Campus Universitario de la Universidad Mayor de San Andrés (UMSA).

Fase de laboratorio

Preparación de medio de cultivo: El medio basal que fue utilizado para la fase de establecimiento fue el M.S., formulado por Murashige & Skoog (1962), compuesto por cinco soluciones: stock macronutrientes, micronutrientes, cloruro de calcio, quelatos de hierro, vitaminas y amino ácidos. Para la fase de establecimiento de secciones foliares de frutilla, el medio de cultivo utilizado fue al 100% de la concentración del medio basal M.S., añadiendo las variaciones de los RRCC Tabla 1. (AIB y TDZ) de acuerdo con los tratamientos propuestos.

Al medio M.S., se añadieron 30 g L-1 de azúcar (sacarosa comercial), ajustando el pH a 5.7±0.1 adicionándose bacto agar como agente gelificante, en una concentración de 5 g L-1, posteriormente se procedió a distribuir el medio de cultivo, 5 mL de medio en los tubos de ensayo de 25*150 mm, luego fueron cubiertos con papel aluminio para su protección de una contaminación (figura 1). Finalmente se colocaron en frascos de vidrio de (300 y 500 mL) para su autoclavado a 120 ºC y 15 PSI durante 15 min, luego fueron almacenados en la cámara de crecimiento. (Figura 2).

 

También se preparó un medio de cultivo M.S., al 50% de concentración para el refrescamiento y descarga de RRCC de los explantes a la semana 10. A este medio se le añadió 30 g L-1 de azúcar (sacarosa comercial), 5 g L-1 de bacto agar y ajustando el pH a 5.7±0.1 sin RRCC.

Establecimiento in vitro de frutilla. Se realizaron dos introducciones de secciones foliares para la fase de establecimiento, la 1ra introducción fue tejido foliar juvenil colectadas en un periodo de transición en mayo, para la 2da fue tejido foliar maduro recolectas en junio en donde las plantas estaban en estrés a razón del inicio del invierno.

Lavado y desinfección de explantes. Las hojas recolectadas de la carpa solar, primeramente fueron lavadas con agua corriente, para su desinfección las hojas de frutilla fueron sumergidas en alcohol al 70% más III gotas de detergente líquido (agente tenso activo) durante 3 min, seguidamente se transfirieron a una solución de hipoclorito de sodio (NaClO) al 2% que contenía III gotas de detergente liquido por un lapso de 8 min, de acuerdo a Hanhineva et al. (2008).

Proceso de introducción de los explantes al medio de cultivo. A partir de este procedimiento todo el trabajo se realizó en la cámara de flujo laminar, previamente esterilizada, con irradiaciones de luz UV-baja durante 15 min. Una vez desinfectada las hojas de frutilla, se realizó tres enjuagues con agua destilada estéril. Previo a la siembra, se hicieron cortes transversales a lo largo de la vena central de la hoja de un diámetro aproximado de 0.5 * 1.0 cm, estos explantes de secciones foliares fueron colocados con la superficie del envés en contacto con el medio de cultivo Figura 3, en cada uno de los tubos de ensayo de acuerdo con los diferentes tratamientos establecidos (con un total de 600). Posteriormente, los tubos fueron sellados con papel aluminio, plastifilm y rotulados (Figura 4), para finalmente colocarlas en gradillas y llevadas a la cámara de crecimiento colocados en un lugar donde no llegue luz directa (intensidad lumínica de 0.75 µmolm-2s-1) durante las 10 primeras semanas con el fin de reducir la oxidación y a una temperatura media de 24 oC.

 

Luego de 10 semanas, todos los explantes se cambiaron a un medio de cultivo M.S., al 50% para la descarga y mantenimiento viable del explante, los que fueron colocados en la cámara de crecimiento por 5 semanas con un fotoperiodo de 16/8 (luz/oscuridad). La evaluación del presente trabajo de investigación fue por un periodo de 30 semanas Figura 5.

Análisis estadístico. Las variables contaminación, oxidación y sobrevivencia; se utilizó el diseño completamente al azar (DCA) con arreglo bifactorial (tipo de tejido y variedad) con 20 réplicas y para la evaluación del efecto de los diferentes tratamientos de medios de cultivo y la respuesta de dos variedades para su introducción a condiciones in vitro, se utilizó un arreglo lineal trifactorial con 10 repeticiones por tratamiento. Con sus respectivos análisis de varianza (ANOVA). Cuando se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos de AIB, se aplicó una prueba Duncan (α=0.05) para realizar comparaciones múltiples. La información se analizó empleando el programa estadístico (Mstatc-C 1998).

 

Resultados

Efecto de dos tejidos foliares (juvenil y adulto) y variedades de frutilla, para su establecimiento en condiciones in vitro

Porcentaje de contaminación bacteriana y fúngica

 

Porcentaje de oxidación

Efecto para la organogénesis de las secciones foliares de las variedades de frutilla:

Inicio y porcentaje de enrollamiento del explante (secciones foliares) para la formación del callo

Proliferación celular del callo           

Inicio de formación de agregados en los callos

 

 

 

Número de agregados del callo

 

 

 

Formación de brotes a partir de la masa celular del callo

 

 

Inicio y formación del brote

 

 

 

 

Discusión

Efecto de dos tejidos foliares (juvenil y adulto) y variedades de frutilla, para su establecimiento en condiciones in vitro. Las dos variedades que se trabajó en la introducción en condiciones in vitro, se realizó este procedimiento en dos momentos fisiológicos diferentes del tejido foliar, utilizando: estado juvenil (introducción mayo) y maduro (introducción junio).

Porcentaje de contaminación bacteriana y fúngica

El análisis de datos fue evaluado la semana 6, porque la contaminación varió hasta esa semana. El resultado de dos tejidos foliares de frutilla en condiciones in vitro Figura 6, cuando se utilizó hojas juveniles para la 1ra introducción la contaminación general (bacteria, hongo) fue 71%, teniendo 56% de contaminación bacteriana, mientras la 2da introducción en junio con hojas maduras la contaminación general fue menor de un 54%, presentando 39% de contaminación bacteriana. Posiblemente este resultado estuvo influenciado por la inmersión de las hojas de frutilla en la desinfección, es decir, que para la 1ra introducción, en mayo, en el momento de la desinfección las hojas estaban muy comprimidas en las soluciones de desinfección de etanol e hipoclorito de sodio, porque se utilizaron menos soluciones desinfectantes. Para la 2da introducción, en junio, la desinfección de las hojas de frutilla fue con bastante cantidad de solución de etanol e hipoclorito de sodio, evitando de esta manera que las hojas estén muy comprimidas. Al respecto, Muller (2006) indica que es muy importante el contacto del desinfectante sobre la superficie del explante, de esta manera se obtiene una desinfección, además, no se debe descuidar el método de siembra del explante, debido al efecto de densidad del desinfectante para la introducción, en este sentido explica que es necesario aplicar elevadas cantidades del agente desinfectante, al presentar una alta densidad de explantes.

Para el factor que corresponde a las variedades (Figura 7), la variedad Oso Grande presentó mayor contaminación general (bacteria y hongo) para ambos tejidos foliares de un 68% en comparación con la variedad Sweet Charlie la que presentó 57%. La diferencia de los resultados posiblemente esté influenciada por el tamaño del explante. Scott et al. (1974) indican que el tamaño de las hojas de frutilla varía según la variedad, la variedad Oso Grande presenta hojas mucho más grandes que la variedad Sweet Charlie. Por su parte Jiménez (1998) mencionan que el tamaño del explante es muy importante en la desinfección debido a que mientras cuanto más grande sea el explante mayores son los riesgos de contaminación. Al respecto Mamani-Sánchez (2005) indica que la alta pubescencia de los tejidos y su contacto directo con el suelo inducen a una alta contaminación de los explantes de frutilla, especialmente cuando éstos son extraídos de plantas provenientes de campo.

Porcentaje de oxidación. Al igual que la anterior variable de estudio, estos datos fueron evaluados en la semana 6, por los mismos motivos presentados, Figura 8 se evidencia que mayor porcentaje de oxidación entre los diferentes tejidos se presentó en hojas maduras, un 30% en comparación con hojas juveniles 24%. Así mismo, en hojas de tejido juvenil, 24% de oxidación, 2% murió por oxidación, las hojas de tejido maduro 30% de oxidación, 4% murió por la misma razón. En el presente estudio, los explantes (secciones foliares de frutilla) luego de la fase de establecimiento, fueron colocados en la sala de crecimiento en lugares donde recibían sólo luz de reflejo a razón de reducir la oxidación durante las 10 primeras semanas. Al respecto George & Sherington (1984), indican que la oxidación de fenoles se incrementa con la luz, por lo que es conveniente mantener los explantes en la oscuridad unos días o con una intensidad lumínica baja.

Formación de brotes. Es importante mencionar que de acuerdo con las evaluaciones se llegó a observar el desarrollo de brotes únicamente en tejidos (juveniles) provenientes de la 1ra introducción, para ambas variedades (Oso Grande y Sweet Charlie).

Efecto para la organogénesis de las secciones foliares de las variedades de frutilla:

Inicio y porcentaje de enrollamiento del explante (secciones foliares) para la formación del callo. El enrollamiento del explante para la formación de callo se da de igual manera en las variedades y todos los tratamientos con TDZ y AIB. Al mismo tiempo, se observó que el enrollamiento del explante (figura 9) empezó desde la semana 3 para ambos tejidos foliares (juvenil y maduro) hasta aproximadamente la semana 7. Este resultado se debe al efecto del contacto de la parte axial de la sección foliar con el medio y por los cortes de forma transversal a lo largo de la vena central de las hojas. Los resultados son respaldados por landi & mezzetti (2005) quienes indican que las láminas de hojas de frutilla se cortan a lo largo de la vena de la hoja y se cultiva con la superficie axial en contacto con el medio para la regeneración.

Proliferación celular del callo           

Inicio de formación de agregados en los callos. En la Figura 10 para las distintas concentraciones de TDZ el inicio de formación de agregados en los callos se da mucho antes con la concentración más alta de TDZ (9.08 µM) empezando en la semana 7, en comparación con la otra concentración de TDZ (4.54 µM) que empezó la semana 9 mucho después. Así, se puede determinar que el tratamiento de 9.08 µM de TDZ es el mejor, ya que con esta concentración los agregados del callo se iniciaron antes. Hurtado & Merino (1987) indican que las respuestas del callo en un cultivo están en relación con el origen del tejido usado para la inducción y de la composición del medio de cultivo.

Formación de agregados en los callos. En la Figura 11 mediante la comparación de medias, se evidencia que el medio con la concentración 9.08 µM de TDZ presentó mayor formación de agregados en los callos 97%, en relación con la concentración 4.54 µM de TDZ de 88%. Este resultado indica que en los medios de cultivo con la concentración de TDZ 9.08 µM, la mayoría de los callos provenientes de secciones foliares presentaron agregados. Es probable que los promedios altos de estos resultados se deban a que el crecimiento del callo esté relacionado con el medio de cultivo, en cuanto a su composición de RRCC, como indica Dodds & Bar-Joseph (1983).

La prueba Duncan al 0.05% muestra que no existen diferencias estadísticas entre los medios que contienen 0.98 y 2.5 µM de AIB respectivamente, resultando a la vez mejores, respecto al medio sin AIB en cuanto a la formación de agregados de los callos (Figura 12). Cabe recalcar que la semana 11 todos los explantes fueron transferidos a otro medio nuevo M.S., al 50%, sin RRCC, con el fin de refrescamiento y descarga de RRCC de los explante. Hurtado & Merino (1987) mencionan que el callo toma de 3 a 8 semanas para alcanzar el tamaño suficiente, y para cambiar a otro medio nuevo ya que es necesario la transferencia a un medio nuevo con frecuencia, porque la falta de transferencia lleva irremediablemente al debilitamiento, intoxicación y muerte del tejido. Por su parte Landi & Mezzetti (2005) indican que es muy importante la transferencia de los callos provenientes de secciones foliares de frutilla a un nuevo medio sólo con M.S., a una concentración de 50% con el fin de ofrecer refrescamiento de los callos.

Número de agregados del callo. La prueba de Duncan al 0.05% muestra que se destacan 3 interacciones, una es la obtenida entre Oso Grande con 9.08 µM de TDZ y 0.98 µM AIB donde se registró el menor número de agregados por callo (19) de todos los tratamientos evaluados. Por otro lado, los tratamientos de 9.08 µM de TDZ y 0.98 µM AIB del mismo modo para TDZ 9.08 µM y 2.5 µM AIB ambos para la variedad Sweet Charlie presentaron mayor número de agregados por callo con 49 y 51 respectivamente. El resto de los tratamientos tuvo un comportamiento similar entre ellos (Figura 13).

Cabe recalcar que en esta variable se utilizó una lupa para contabilizar el número de agregados del callo. También en la evaluación de esta variable se determinó que los agregados fueron circulares de un tono de color verde (Figura 14). Al respecto Hurtado & Merino (1987), indican que la coloración del tejido también varía: aun derivando de la misma especie, se pueden presentar callos que carecen de pigmentación, mientras otro pueden ser de diferentes tonos de verde, amarillo, café y rojo.

Porcentaje de agregados compactos y friables de los callos de dos tejidos foliares (juvenil y maduro). En la Figura 15 los medios de cultivo con la concentración de 9.08 µM de TDZ obtuvieron mayor porcentaje 92% de callos con agregados compactos y a la vez el menor porcentaje de agregados friables 8%, en comparación con el otro tratamiento de TDZ. Los resultados de estas variables de agregados friables y compactos determinan que el mejor tratamiento es la concentración 9.08 µM de TDZ a razón de obtenerse mayor porcentaje de agregados compactos con esta concentración de TDZ, también un menor porcentaje de agregados friables. Se debe recalcar que los agregados friables fueron difíciles de manipular por su textura, a la vez estos no llegaron a tener una óptima reacción después del cambio de medio para refrescamiento y descarga de RRCC, a razón de que los agregados friables se separaron y dispersaron en el medio al momento del cambio. Al respecto Hurtado & Merino (1987) indican que los callos son masas celulares que pueden presentar diferentes tipos morfológicos, los cuales varían según la apariencia externa, textura y composición celular. También indican que algunos callos son masas celulares compactas y duras, con células íntimamente unidas, mientras otras forman tejidos esponjosos con una gran cantidad de espacios intercelulares.

También hay recalcar que agregados compactos presentaron optima reacción, luego del cambio del medio a refrescamiento y descarga de RRCC. Al respecto, Hurtado & Merino (1987), indican que un callo homogéneo consiste en un solo tipo celular y raramente se encuentra. Asimismo indican que los callos con masas celulares compactas y duras, tienen células íntimamente unidas (Figura 16).

Formación de brotes a partir de la masa celular del callo. En el presente trabajo de investigación la formación de brotes sólo se dio para la 1ra introducción realizada con material vegetal de hojas de frutilla proveniente de tejido joven, estas hojas fueron un poco más pequeñas en comparación con las hojas de la 2da introducción realizada en junio las que provenían de plantas más maduras. Otra característica de diferenciación fue que las hojas de frutilla para la primera introducción eran de un color verde claro, a la vez por ser tejido joven estas presentaron un brillo en las hojas, lo cual no se vio en las hojas de la segunda introducción (Figura 17).

Al respecto, Mamani-Sánchez (2005) indica que los explantes tomados de plantas jóvenes o zonas en crecimiento activo tienen un mejor desarrollo que aquellos de plantas adultas, al mismo tiempo afirma que a medida que más joven y menos diferenciado el tejido que se va a implantar mejor será la respuesta in vitro. En la formación de brotes a partir del callo (Figura 18) se observó también la formación de tejido foliar en el brote, en donde se determina que cada formación de brote presenta una hoja que posteriormente va desarrollándose (Figura 19).

Inicio y formación del brote. En la Figura 20 los medios de cultivo con 9.08 µM de TDZ en combinación con la concentración intermedia de 0.98 µM de AIB indica que el inicio de formación de brotes se dio en la semana 21, en comparación con la concentración 4.54 µM de TDZ en el cual el inicio de formación de brote se da en la semana 28. En este sentido 9.08 µM de TDZ y 0.98 µM de AIB es la ideal interacción, generando un inicio de formación de brotes más rápido. Al respecto, Landi & Mezzetti (2005) mencionan que las interacciones entre las auxinas y citocininas presentan un desarrollo para las vitroplantas de hojas de frutilla, a la vez el equilibrio entre las auxinas y citocininas controla la formación, brotes y tejido de callo in vitro y afirman que al trabajar con TDZ y AIB se promueve una eficiencia de regeneración de brotes a partir de secciones foliares de frutilla.

La Figura 21 muestra que los medios de cultivo con 9.08 µM de TDZ en combinación con la concentración intermedia de 0.98 µM de AIB, obtuvieron un 50% de formación de brotes en relación con la concentración 4.54 µM de TDZ el cual sólo llegó a formar 12%. De esta manera la mejor interacción para la mayor formación de brotes es 9.08 µM de TDZ y 0.98 µM de AIB. Este resultado concuerda con Landi & Mezzetti (2005) quienes determinan que los explantes de secciones foliares de frutilla presentaron callos y brotes cuando el TDZ es combinado con auxinas.

Número y altura de brotes por callo. En la presente investigación se debe cabe recalcar que el número de brotes por callo aumentó consecutivamente, es decir que en algunos casos la cantidad de brotes se compactaba en el tubo de ensayo, siendo esta una respuesta favorable para una fase de multiplicación y obtención de mayor cantidad de vitroplantas (Figura 22). Se midió la mayor y la menor altura de brote que se desarrollaron por explante, pero se presentan solamente los resultados de la mayor altura porque los resultados generales de la menor altura son iguales.

En la Figura 23 los medios de cultivo con la concentración 9.08 µM de TDZ combinado con 0.98 µM de AIB promovió mayor número de brotes por callo, lo que manifestó una mejor respuesta con un promedio de 5 brotes por explante, en cambio para la concentración 4.54 µM de TDZ con 0.98 µM de AIB se formaron brotes por callo pero en cantidades muy pequeñas. Estos resultados presentan similitud con Husaini & Abdin 2007 quienes indican que el TDZ a una concentración de 9.08 µM induce la regeneración a través de la organogénesis de explantes de hojas de frutilla y promueve la formación de brotes. Por otro lado, Landi & Mezzetti (2005) determinan que la combinación de TDZ con 0.98 µM de AIB resultó muy eficaz para la organogénesis con explantes de secciones foliares de frutilla, promoviendo la formación de mayor número de brotes.

Mediante los resultados expuestos en la Figura 24 se observa que los medios de cultivo con la concentración de 9.08 µM de TDZ combinados con 0.98 µM de AIB, promovió el mejor promedio de altura de 1.2 cm en comparación con la concentración 4.54 µM de TDZ con 0.98 µM de AIB la cual presentó un promedio de altura muy bajo, al igual que las demás combinaciones de AIB y TDZ. Por su parte, Hurtado & Merino (1987) indican que las citocininas promueven la división celular, al igual que las auxinas que ejercen una cierta actividad sobre esta división y diferenciación celular. Así mismo, los autores señalan que para lograr el control del tamaño y apariencia del tejido u órgano, este control está regido en gran proporción por los gradientes de reguladores de crecimiento.

 

Conflictos de intereses 

Los autores declaran que no tienen conflictos de interés con la presente investigación.

Agradecimientos

Este trabajo se realizó en el Instituto de Biología Molecular y Biotecnología, Unidad de Biotecnología Vegetal. Agradecemos al Ing. William Murillo por su colaboración y por brindar la facilidad de acceso a material vegetal de las Estación Experimental de Cota Cota, dependiente de la Facultad de Agronomía de la Universidad Mayor de San Andrés.

 

Literatura citada

Boxus P, Damiano C, Brasseur E. Strawberry. In: Ammirato DA. Evans PV, Sharp WR, Yamada Y (Eds). Handbook of Plant Cell Culture Vol 3. Crop Species (p. 453-486). Macmillan, New York.1984.

Dodds JA, Bar-Joseph M. Double-stranded RNA from plants infected with closteroviruses. Phytopathology. 1983; 73: 419-23.         [ Links ]

George EF, Sherrington PD. Plant propagation by Tissue Culture. Eastern Press. England. 1984. p. 709.

Hanhineva K, Rogachev I, Kokko H, Mintz-Oron S, Venger I, Kärenlampi S, et al. Non-targeted analysis of spatial metabolite composition in strawberry (Fragaria x ananassa) flowers. Phytochemistry. 2008; 69(13):2463-81.         [ Links ]

Hurtado D, Merino M. Cultivo de tejidos Vegetales. 1ra ed, D.F. Editorial Continental. 1987. p. 95.

Husaini AM, Abdin MZ. Interactive effect of light, temperature and TDZ on the regeneration potential of leaf discs of Fragaria x ananassa Duch. In Vitro Cell Dev Biol Plant. 2007; 43(6):576-84.         [ Links ]

Jimenéz E. Propagación y mejora genética de plantas de por Biotecnología. Ed. Rev. Santa Clara, Cuba. 1998. p. 10-20.

Landi L, Mezzetti B. TDZ, auxin and genotype effects on leaf organogenesis in Fragaria. Plant Cell Rep. 2005; 25:281-8.         [ Links ]

Mamani-Sánchez B. Comportamiento in vitro de dos variedades de frutilla (fragaria anassa Duch.) para su micropropagación en diferentes medios. [Tesis de Licenciatura]. Universidad Mayor de San Andrés. La Paz-Bolivia. 2005. p. 90.

Mronginski LA, Roca W. Micropropagación: conceptos, metodología y resultados. En: Cultivo de Tejidos en la Agricultura. Fundamentos y Aplicaciones. Centro Internacional de Agricultura Tropical (CIAT). Cali, Colombia. 1991. p. 127.

Mstatc-C Software, Version 2.6 Drinkwater N, Crop and Soil Science Department; Michigan State. 1998.

Müller J. Systematics of Baccharis (Compositae-Astereae) in Bolivia, including an overview of the genus. Sys Bot Monogr. 2006; 76: 1-341.         [ Links ]

Murashige T, Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol Plant. 1962; 15: 473-97.         [ Links ]

Pierik RLM. Cultivo in vitro de las Plantas Superiores. Ed. Mundi-Prensa. Madrid, España. 1990. p. 326.

Scott DH, Darrow GM, Lawrence FJ. Variedades de la fresa: variedades de la fresa en los EEUU. Eds. Strawberry varieties in the United States. México, AID. 1974. p. 22.

Villegas MA. Micropropagación de fresa (Fragaria x ananassa Duch.) In: Fundamentos teórico-prácticos del cultivo de tejidos vegetales. FAO. Roma. 1990. p. 91-95.

______________

Creative Commons License Todo el contenido de esta revista, excepto dónde está identificado, está bajo una Licencia Creative Commons